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Mar 26, 2023

Principes de la spectroscopie RMN, interprétation d'un spectre RMN et problèmes courants

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La spectroscopie par résonance magnétique nucléaire (RMN) est une technique physicochimique utilisée pour obtenir des informations structurelles sur les molécules. Il est basé sur le phénomène physique de résonance magnétique qui a été démontré pour la première fois par Isidor I. Rabi en 1938. Dans les années 1940, deux groupes de recherche ont obtenu indépendamment les premières mesures réussies de RMN dans la matière condensée. Les deux principaux chercheurs de ces groupes, Felix Bloch de l'Université de Stanford et Edward M. Purcell de l'Université de Harvard, ont reçu conjointement le prix Nobel de physique en 1952 pour leurs contributions au domaine de la résonance magnétique.1,2,3Depuis ces premiers jours, la spectroscopie RMN a progressé en même temps que les progrès dans de nombreux autres domaines, tels que les mathématiques, la physique et l'informatique. Dans les années 1960, l'intégration d'aimants supraconducteurs et d'ordinateurs dans les équipements RMN a ouvert la porte à une grande amélioration de la sensibilité et à la possibilité de concevoir de nouveaux types d'expériences RMN. En conséquence, les scientifiques ont développé une myriade de nouvelles méthodologies pour étudier des systèmes complexes, tels que des protéines membranaires, des échantillons métaboliquement complexes ou même des tissus biologiques. La spectroscopie RMN est devenue l'une des techniques les plus puissantes pour la détermination structurelle des espèces chimiques, ainsi que pour l'étude de la dynamique moléculaire et des interactions.4,5

La spectroscopie RMN est une technique d'analyse physico-chimique basée sur l'interaction d'un rayonnement radiofréquence appliqué de l'extérieur avec des noyaux atomiques. Au cours de cette interaction, il y a un échange net d'énergie qui conduit à un changement d'une propriété intrinsèque des noyaux atomiques appelée spin nucléaire.

Le spin nucléaire est défini par un nombre quantique (I), qui varie selon l'isotope considéré. Seuls les noyaux atomiques avec I ≠ 0 sont détectables par spectroscopie RMN (noyaux actifs en RMN, tels que 1H, 2H, 13C et 15N). Ces noyaux actifs en RMN se comportent comme de minuscules aimants (dipôles magnétiques), capables de s'aligner avec des champs magnétiques externes (un processus appelé magnétisation). La force de ces minuscules aimants est définie par une constante appelée rapport magnétogyrique (γ), dont la valeur dépend de l'isotope. 6,7

Les spins nucléaires de certains noyaux actifs en RMN sont capables d'adopter deux orientations différentes lorsqu'ils s'alignent sur un champ magnétique externe (B0). Une orientation correspond au niveau d'énergie le plus bas du noyau (parallèle au champ magnétique externe), et l'autre est associée au niveau d'énergie le plus élevé du noyau (antiparallèle au champ magnétique externe) (Figure 1, panneau de gauche). La différence entre les niveaux d'énergie (ΔE) dépend du champ magnétique et du rapport magnétogyrique (Eq. 1) et affecte la sensibilité de la technique (Figure 1, panneau de droite). 6,7

La résonance magnétique est obtenue lorsque les noyaux sont irradiés par radiofréquence. Cela provoque des transitions entre les niveaux d'énergie, ce qui implique des changements dans l'orientation des spins nucléaires.

Lorsque les noyaux atomiques sont sous l'effet d'un champ magnétique, les dipôles magnétiques nucléaires ne sont pas alignés statiquement avec le champ magnétique B0, mais se déplacent plutôt comme une toupie (mouvement de précession) autour d'un axe parallèle à la direction du champ (Figure 2, panneau de gauche). La fréquence de ce mouvement de précession, appelée fréquence de Larmor (νL), est définie par le rapport magnétogyrique et le champ magnétique : 6,7

Conséquence de ce mouvement de précession, le vecteur magnétique (μ) associé aux dipôles magnétiques nucléaires possède une composante parallèle au champ magnétique (μz) et une autre composante perpendiculaire au champ magnétique (μxy), cette dernière ayant une valeur nette nulle en l'absence de perturbations externes. Dans une expérience RMN, il n'est pas possible de mesurer le signal dans la direction z, car le champ magnétique est trop intense dans cette direction. Par conséquent, il est nécessaire de transférer l'aimantation de la composante z au plan xy. A cet effet, une impulsion magnétique contenant des fréquences proches de la fréquence de Larmor est appliquée perpendiculairement à B0 pour atteindre la résonance des spins nucléaires, ce qui génère une composante μxy non nulle. Après cette impulsion, un processus de relaxation a lieu et la composante μxy récupère progressivement sa valeur nette de zéro (Figure 2, panneau de droite). En conséquence de cette relaxation, de l'énergie est émise sous forme de radiofréquence, produisant un signal caractéristique appelé décroissance d'induction libre (FID) qui est enregistré par le détecteur. Ce FID est ensuite transformé en un graphique des intensités en fonction des fréquences appelé spectre RMN. 6,7

Les spectromètres RMN sont constitués de trois composants principaux : un aimant supraconducteur, une sonde et un système électronique complexe (console) contrôlé par une station de travail (Figure 3).

L'aimant est responsable de la génération d'un champ magnétique puissant qui aligne les spins nucléaires des atomes présents dans l'échantillon. De nos jours, les aimants utilisés en spectroscopie RMN sont à base de matériaux supraconducteurs, et nécessitent donc de très basses températures pour fonctionner (autour de 4 K). Pour cette raison, les spectromètres RMN contiennent un système de refroidissement composé d'une chemise intérieure remplie d'hélium liquide qui est réfrigérée par une chemise supplémentaire remplie d'azote liquide, et de nombreuses couches de matériaux isolants thermiques (Figure 4).6,8

L'aimant supraconducteur entoure une chambre cylindrique appelée "sonde", qui est un élément crucial de l'instrument. L'échantillon est introduit dans la sonde et ainsi placé sous l'influence du champ magnétique. De plus, la sonde contient une série de bobines magnétiques également situées autour de l'échantillon (Figure 4). Ces bobines ont plusieurs objectifs. D'une part, ils servent à irradier les impulsions radiofréquences et à détecter et collecter le signal RMN émis par l'échantillon. D'autre part, ils permettent également le contrôle de l'homogénéité du champ magnétique et l'application de gradients d'impulsions qui sont utilisés dans certaines expériences RMN. 6,8

Enfin, le système électronique du spectromètre contrôle toutes les conditions expérimentales et permet la mise en place et la modification de chaque paramètre de l'expérience RMN via le poste de travail. Ce système est également responsable de l'acquisition des données et de la transformation mathématique ultérieure en un spectre RMN. Le spectre contient une série de pics d'intensités différentes en fonction d'une grandeur connue sous le nom de déplacement chimique qui est dérivée de la fréquence de Larmor des différents noyaux atomiques présents dans l'échantillon. 6,8

Le signal détecté par un spectromètre RMN (le FID) doit être transformé avant l'analyse. Comme la fréquence de Larmor dépend de l'intensité du champ magnétique, elle varie d'un instrument à l'autre. Pour cette raison, une transformation mathématique est effectuée pour fournir une amplitude relative appelée déplacement chimique (δ) (voir équation 3). Contrairement à la fréquence de Larmor, cette amplitude est indépendante du champ magnétique et la valeur peut être comparée entre les instruments. 6,7,8

Où νL est la fréquence de Larmor observée d'un noyau et νL0 est la fréquence de Larmor d'un noyau de référence, toutes deux en Hz. Par convention, le déplacement chimique est toujours exprimé en parties par million (ppm). La valeur zéro de l'échelle de déplacement chimique est fixée à l'aide d'un composé de référence (tel que le tétraméthylsilane (TMS) ou le triméthylsilylpropanesulfonate de sodium (DSS) pour 1H).

La figure 5 donne un exemple de spectre RMN du proton (1H), ce qui signifie que seuls les protons de la molécule sont détectés.

Un spectre RMN fournit de nombreuses informations sur les molécules présentes dans l'échantillon. Premièrement, les groupes chimiques au sein d'une molécule peuvent être identifiés à partir des valeurs de déplacement chimique. Dans l'exemple fourni à la figure 5, l'acide acétique (H3C-COOH) a quatre protons, vous pourriez donc être pardonné de vous attendre à voir quatre signaux dans le spectre. Cependant, les trois protons du groupe méthyle (CH3) sont magnétiquement équivalents et ont donc le même déplacement chimique. Cela signifie qu'un signal provient du groupe CH3 et l'autre du proton du groupe acide carboxylique (COOH). Deuxièmement, dans les spectres 1H-NMR, la zone de signal est proportionnelle au nombre de noyaux atomiques produisant ce signal (cela ne s'applique pas aux spectres 13C-NMR). Dans cet exemple, si les aires des deux signaux devaient être calculées, le signal le plus intense sera trois fois plus grand que l'autre. Ceci est en accord avec le fait qu'un signal représente les trois protons du groupe CH3 (signal à δ = 2,0 ppm) et l'autre le proton du groupe COOH (signal à δ = 11,5 ppm).9,10

Les spins de deux noyaux reliés par quelques liaisons chimiques peuvent interagir, provoquant un phénomène connu sous le nom de couplage scalaire qui divise les signaux. Typiquement, ce couplage n'est observable que lorsque le nombre de liaisons chimiques séparant deux noyaux ne dépasse pas quatre. La séparation des signaux suit un schéma qui dépend du nombre de noyaux couplés et d'une constante de couplage (J) définie par le type de noyaux et la distance (en liaisons chimiques) entre eux. La forme caractéristique d'un signal divisé est appelée multiplicité et fournit des informations supplémentaires sur la molécule. Cette multiplicité peut être calculée à l'aide de la règle N+1. Cette règle stipule que si un proton présente un couplage scalaire avec N protons attachés à des noyaux de carbone contigus, son signal se divisera en N + 1 pics avec des intensités relatives définies par le triangle de Pascal (Figure 6). La séparation des pics due au couplage scalaire provoque une réduction de l'intensité du pic. Enfin, l'observation des signaux issus d'un effet appelé effet nucléaire Overhauser (NOE) est essentielle pour la détermination structurale des macromolécules, puisqu'il émerge de l'interaction des spins nucléaires d'atomes spatialement proches, mais distants dans la séquence moléculaire.6,7,8,9,10

Dans ce contexte, pour interpréter un spectre RMN, il est nécessaire d'utiliser toutes ces informations pour attribuer chaque signal observé au noyau atomique correspondant de la ou des molécules de l'échantillon. Ce processus est appelé affectation spectrale et il peut être difficile à réaliser avec des molécules complexes. Pour cette raison, de nombreux types d'expériences RMN fournissant des informations différentes et complémentaires sont utilisées pour caractériser un échantillon.11

Comme le montre la figure 5, le même type de noyaux peut générer des signaux avec différentes valeurs de déplacement chimique. Ces déplacements chimiques diffèrent car le champ magnétique détecté par un noyau particulier dépend fortement de son environnement chimique local. La circulation des électrons dans l'environnement d'un noyau crée de petits champs magnétiques qui s'opposent au champ extérieur appliqué. Cet effet de "blindage" (σ) est directement proportionnel à la densité électronique autour du noyau. En conséquence, le champ magnétique effectif agissant sur le noyau est plus faible et la fréquence de Larmor est affectée (Eq. 4). Lorsqu'il y a une forte densité électronique autour du noyau considéré, l'effet de blindage est important, la fréquence de Larmor diminue ainsi que le déplacement chimique (il remonte le champ). Au contraire, lorsque la densité électronique est faible au voisinage du noyau, l'effet de blindage est faible, la fréquence de Larmor prend des valeurs plus élevées ainsi que le déplacement chimique (il se déplace vers le bas).6,7,8,12

Par conséquent, dans la spectroscopie RMN, champ ascendant et champ descendant sont des termes qui font référence aux régions de valeurs inférieures et supérieures, respectivement, dans l'échelle de déplacement chimique (Figure 7).6,7,8,12

Les noyaux d'hydrogène des groupes méthyle ou des molécules aliphatiques sont fortement protégés et leurs valeurs de déplacement chimique typiques sont situées en amont. En revanche, les noyaux d'hydrogène attachés à des atomes électronégatifs (tels que l'oxygène ou l'azote) ou proches de groupements électronégatifs (tels que les acides carboxyliques ou les aldéhydes) sont déblindés et présentent des valeurs chimiques situées en aval. Ceci illustré et discuté plus en détail dans une section ultérieure, les graphiques RMN.

Les principaux éléments constitutifs des molécules organiques et biologiques sont l'hydrogène et le carbone. Comme décrit ci-dessus, la spectroscopie RMN ne peut être appliquée que sur des noyaux actifs en RMN (c'est-à-dire des noyaux avec I ≠ 0). Dans le cas de l'hydrogène, l'isotope le plus abondant est actif en RMN (1H, 99,98 %, I = ½). Dans le cas du carbone, son isotope le plus abondant n'est pas actif en RMN (12C, 98,89%, I = 0). Les spectromètres RMN ne peuvent détecter que l'isotope 13C, qui a une abondance de 1,11 %. De plus, le rapport magnétogyrique du 13C est également inférieur d'un facteur quatre à celui du 1H (voir tableau 1). Ces deux facteurs rendent la RMN-13C significativement moins sensible que la RMN-1H (voir tableau 1). Cette différence de sensibilité conduit à des temps expérimentaux plus longs dans le cas du 13C (heures) par rapport au 1H (secondes ou minutes) 13,14

Le déplacement chimique de 1H se produit généralement dans la plage de 0 à 14 ppm, tandis que les déplacements chimiques de 13C se produisent sur une plage beaucoup plus large, généralement de 10 à 220 ppm. Cette dépendance des valeurs de déplacement chimique sur le type de noyaux provient du fait que différents noyaux possèdent des fréquences de Larmor différentes (car elles dépendent du rapport magnétogyrique, comme mentionné précédemment). Ces décalages accrus dans la RMN 13C se traduisent par une meilleure résolution par rapport à la RMN 1H, car les signaux sont normalement plus dispersés.

De plus, le couplage scalaire entre le 13C est rarement observé car, en raison de sa faible occurrence naturelle, il est peu probable que deux atomes de 13C se trouvent suffisamment proches pour établir des interactions entre leurs spins nucléaires. Cependant, le couplage d'atomes de 13C avec d'autres noyaux est possible et peut encore réduire la sensibilité de la technique. La raison en est que les constantes de couplage 13C sont importantes et que la réduction de l'intensité du signal lors de la séparation (voir section 3) est plus marquée lorsque les constantes de couplage sont importantes. Pour cette raison, les expériences 13C-NMR sont généralement réalisées à l'aide de séquences d'impulsions spéciales capables de supprimer le couplage scalaire entre 13C et 1H.14

Il existe plusieurs façons d'améliorer la sensibilité de la RMN-13C, notamment :

Malgré les limites du 13C-NMR, il offre des informations précieuses qui ne sont pas accessibles en utilisant uniquement le 1H-NMR. L'identification des carbones primaires, secondaires, tertiaires et quaternaires par exemple. Pour cette raison, la RMN 13C et la RMN 1H sont souvent utilisées conjointement dans les laboratoires de RMN comme approche de base pour la détermination de la structure moléculaire.14

Tableau 1 : Comparaison des propriétés RMN 1H et 13C.15

1H

13C

Abondance naturelle (%)

99,98

1.11

Nombre quantique de spin nucléaire, I

½

½

Rapport magnétogyrique (rad·T-1·s-1)

2.68·108

6.73·107

Sensibilité relative a

1,00

0,016

Fréquence de Larmor (MHz)b

600.130

150.903

Plage de déplacement chimique (ppm)

0 – 14

10 – 220

b Considérant un champ magnétique avec une densité de flux de 14,0954 T.

Par convention, l'échelle de déplacement chimique dans un spectre RMN est représentée de droite à gauche. Comme décrit ci-dessus, la valeur zéro est établie à l'aide d'un composé standard dont les atomes de carbone et d'hydrogène sont fortement protégés et, par conséquent, leurs signaux apparaissent dans la région de champ la plus éloignée (comme le montre la figure 7). L'attribution des spectres RMN est généralement effectuée à l'aide de graphiques ou de diagrammes RMN qui facilitent l'identification des signaux RMN.

Les hydrogènes ou les carbones fortement protégés, tels que ceux des groupes méthyle, ont de faibles valeurs de déplacement chimique. Cependant, les hydrogènes attachés à des groupes très électronégatifs (par exemple, les acides carboxyliques, les cétones ou les aldéhydes) ont des valeurs de déplacement chimique élevées (figures 8 et 9).

Ces graphiques représentent des déplacements chimiques typiques, mais parfois les valeurs peuvent être déplacées vers d'autres régions de l'échelle.16 Par exemple, dans les grandes macromolécules, un groupe chimique distant peut être déplacé en raison de réarrangements spatiaux de la structure tridimensionnelle. Cette relocalisation pourrait modifier l'environnement chimique du noyau mesuré, entraînant une modification de sa valeur de déplacement chimique.

Afin de faciliter l'attribution des spectres RMN, il existe des bibliothèques ou des bases de données RMN publiques (telles que la banque de données de résonance magnétique biologique ou la base de données spectrale pour les composés organiques) contenant des spectres RMN et des valeurs de déplacement chimique pour des milliers de molécules biochimiques et de composés chimiques.

Les macromolécules, telles que les protéines, ont un grand nombre de noyaux actifs en RMN et, par conséquent, leurs spectres RMN sont complexes avec de nombreux pics qui se chevauchent. De plus, la relaxation est plus rapide dans les grosses molécules, ce qui provoque un élargissement du pic et une perte de résolution. Pour remédier à ces limitations, les expériences de RMN 2D génèrent des spectres définis par deux axes de déplacement chimique (au lieu d'un, comme dans les spectres 1D), avec des signaux qui corrèlent des paires de noyaux différents. Trois exemples d'expériences RMN 2D sont COSY, TOCSY et NOESY.6,7,8,9

La RMN en solution et la RMN à l'état solide montrent des différences remarquables, principalement dues au fait que les molécules en solution sont capables de se déplacer librement et que les interactions de spin nucléaire sont moyennées. Cependant, dans les échantillons solides, il y a peu ou pas de mouvement moléculaire et, par conséquent, les interactions de spin nucléaire dépendent de la direction spatiale (c'est ce qu'on appelle les interactions anisotropes). Cette anisotropie provoque l'élargissement des signaux spectraux RMN (Figure 11, spectre du bas). Pour résoudre ce problème, les scientifiques utilisant la RMN à l'état solide ont développé des techniques spéciales qui empêchent la perte de sensibilité et de résolution.17

La technique de RMN à l'état solide la plus connue est la rotation à angle magique (MAS). L'approche utilisée dans cette technique consiste à placer l'échantillon à l'intérieur d'un rotor qui tourne à grande vitesse, formant un angle particulier (angle magique ≈ 54,74º) par rapport à la direction du champ magnétique externe. L'effet de cette rotation est l'annulation de toutes les interactions de spin anisotropes (y compris les interactions dipolaires, l'anisotropie par déplacement chimique et les interactions quadrupolaires) (Figure 11).17

La spectroscopie RMN est une technique puissante qui présente de nombreux avantages par rapport aux autres techniques, mais elle présente certaines limites. Celles-ci sont résumées dans le tableau 2 : 18

Tableau 2 : Synthèse des principales forces et faiblesses de la spectroscopie RMN.

Forces

Faiblesses

Compatible avec de nombreux types d'échantillons : solutions, solides, tissus, gaz

Seuls les noyaux avec I ≠ 0 peuvent être mesurés

Fournit une gamme d'informations : structure moléculaire, dynamique, interactions, paramètres physiques, quantification

Faible sensibilité

Les molécules peuvent être mesurées dans leur état natif

Matériel et entretien coûteux

Identification facile des composés à l'aide des bibliothèques RMN

Certaines expériences prennent du temps

Un haut niveau d'automatisation est possible

Les inhomogénéités du champ magnétique doivent être corrigées

Technique non destructive

Optimisation instrumentale requise avant les mesures (tuning, matching, shimming)

Haute reproductibilité

L'attribution spectrale et l'analyse des données peuvent être complexes dans certains types d'échantillons

Préparation d'échantillon facile et peu coûteuse

Interférences spectrales des impuretés et des solvants

De nombreuses expériences rapides et faciles

L'un des problèmes les plus courants rencontrés en spectroscopie RMN, comme mentionné dans le tableau 2, est la présence de substances interférentes, telles que des traces d'impuretés ou de solvants, qui provoquent l'apparition de pics non souhaités dans le spectre.

Les analytes contenus dans les échantillons RMN sont généralement obtenus par un procédé de synthèse et/ou de purification impliquant de nombreuses substances. Pour cette raison, il n'est pas rare de constater que certaines quantités de ces substances restent dans l'échantillon final sous forme d'impuretés. Occasionnellement, l'analyte subit des transformations ou une dégradation, ce qui peut conduire à l'apparition d'espèces chimiques indésirables dans l'échantillon. Si ces impuretés ont des noyaux actifs en RMN, elles peuvent entraver l'attribution correcte du spectre RMN. Généralement, les impuretés RMN se trouvent à l'état de traces et sont donc relativement faciles à identifier, car leurs pics RMN présentent des intensités très faibles par rapport à celles de l'analyte. Pour faciliter la caractérisation des impuretés, les laboratoires utilisent souvent des tableaux qui résument les déplacements chimiques des impuretés les plus courantes.19,20,21

Les solvants utilisés dans la spectroscopie RMN contiennent généralement des noyaux actifs en RMN, en particulier 1H, et par conséquent, ils peuvent potentiellement provoquer des interférences dans les spectres RMN. Contrairement aux traces d'impuretés, le solvant est présent dans l'échantillon à une concentration très élevée et les pics qui en découlent sont généralement énormes. Pour éviter ce problème, il est très important de connaître exactement le déplacement chimique des pics de solvant pour contrôler dans quelle mesure ils peuvent dissimuler tout signal d'analyte. D'autre part, la stratégie habituelle pour réduire l'effet des pics de solvant contenant de l'hydrogène consiste à utiliser des solvants deutérés (un peu de solvant deutéré doit toujours être présent dans l'échantillon car le système de verrouillage des spectromètres RMN utilise le signal 2H pour surveiller l'homogénéité du champ magnétique). Ces solvants ont leurs noyaux 1H substitués par 2H, réduisant ainsi considérablement l'intensité des pics de solvant. Cependant, malgré le fait que le pourcentage habituel de deutération est proche de 100%, du fait de la concentration élevée en solvant, leurs pics peuvent encore être trop intenses et gêner la visualisation correcte des signaux d'analyte. Pour cette raison, certaines impulsions RMN disponibles sont capables de réduire les perturbations des pics de solvant dans les spectres RMN, en particulier pour les échantillons aqueux (par exemple, les impulsions avec des impulsions de présaturation ou de suppression de gradient).22,23,24

En chimie, la principale application de la spectroscopie RMN est l'identification et l'élucidation structurale de molécules organiques, organométalliques et biochimiques. Généralement, l'identification des composés est complétée par des données obtenues avec d'autres techniques, telles que la spectrométrie de masse, la spectroscopie infrarouge et l'analyse élémentaire. De plus, la proportionnalité entre la surface des signaux et la quantité de noyaux qui les génèrent permet d'utiliser la spectroscopie RMN comme outil d'analyse quantitative.15 Voici quelques exemples d'applications RMN dans des domaines liés à la chimie :

Dans les sciences de la vie, la spectroscopie RMN a été largement appliquée à la résolution structurelle des macromolécules biologiques, y compris les peptides, les protéines, les lipides, les glucides et les acides nucléiques. Ces systèmes sont très complexes, et il est donc nécessaire d'employer une approche particulière. Ceci comprend:

Une fois l'attribution RMN réalisée, les données obtenues sont traitées pour obtenir des informations sur les déplacements chimiques, les angles de torsion et les contraintes de distance entre les atomes. Ces informations sont ensuite utilisées pour calculer la structure moléculaire à l'aide d'une méthodologie qui utilise un logiciel informatique développé à cet effet. Le logiciel génère des structures moléculaires qui respectent les contraintes imposées, en minimisant leur énergie (puisque les structures à plus faible énergie sont les plus stables et donc les plus probables).29,30

Parallèlement à l'élucidation structurelle, la spectroscopie RMN peut également être utilisée pour extraire des informations sur la dynamique moléculaire telles que les temps de relaxation, la rigidité structurelle et l'échange chimique ainsi que les interactions entre les molécules (perturbations de déplacement chimique, transfert d'aimantation intermoléculaire). Dans ce contexte, la RMN à l'état solide est utile pour étudier les protéines interagissant avec les structures lipidiques ou d'autres systèmes biologiques qui se comportent comme une phase condensée.33

Voici quelques exemples d'applications RMN dans les domaines liés aux sciences de la vie :

COSY Spectroscopie corrélée

DSS Triméthylsilylpropanesulfonate de sodium

Décroissance par induction sans FID

Filature à angle magique MAS

RMN Résonance magnétique nucléaire

Effet Overhauser nucléaire NOE

Spectroscopie à effet Overhauser nucléaire NOESY

TMS Tétraméthylsilane

TOCSY Spectroscopie totalement corrélée

Les références

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